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Sample Preparation · 培养细胞

Western Blot 细胞裂解液制备:确认目标蛋白回收

培养细胞裂解是否合格,应根据目标蛋白回收、蛋白定量兼容性和后续 SDS-PAGE 表现判断。收样后还需注意目标是否留在不溶性沉淀中,以及 DNA 黏度是否影响移液和上样。

本页解决的问题

全细胞裂解液也需要检查目标蛋白回收率

不同去污剂和提取试剂的回收能力及下游兼容性不同;即使都称为 RIPA,不同商业配方也需要查看实际组成和说明。首次优化时,如果目标回收不确定,应暂时保留不溶性组分用于比较。

选择细胞裂解策略

根据目标所在组分和已有抗体验证条件选择。

贴壁还是悬浮

收样机械步骤不同,但都应控制处理结束到样本稳定之间的时间。

全细胞还是分级

若生物学问题本身具有组分特异性,全细胞提取可能稀释信号或掩盖重新定位。

去污剂强度与兼容性

使用能够回收目标且与下游蛋白定量方法兼容的裂解液,不能只凭“RIPA/NP-40”名称推断。

黏度处理

基因组 DNA 会造成拉丝和上样不稳定;受控剪切可以改善移液重复性。

常见裂解方式的适用点

不同裂解体系不能只按名称互相替换。

RIPA

常见的全细胞提取起点。商业配方可能不同,需要核对去污剂组成、是否含抑制剂以及蛋白定量兼容性。

直接用 SDS 上样液裂解

部分经过验证的 Western Blot 流程直接使用 SDS sample buffer 裂解;这种方法强化变性提取,同时也会限制可用的蛋白定量方法。

更温和的非离子裂解

适用于需要较温和提取的实验,但某些膜或细胞器目标回收可能不足。

组分分离

目标回收或生物学问题具有组分特异性时可采用分级,并通过分级纯度标志验证分离结果。

细胞裂解液制备流程

1. 按固定时间结束生物学处理

怎么做

按固定时间表收集培养皿或细胞沉淀,并使用验证过的洗涤/收样方法。

当场检查

记录细胞系、汇合度/细胞量背景、处理和收样时间。

何时停下来处理

样本收集延迟明显不同,或存在明显死亡/污染时,应先处理生物学偏差。

2. 加入合适的裂解液

怎么做

使用经过验证且足以覆盖样本的体积,避免不必要的过度稀释。

当场检查

记录准确的缓冲液/产品以及使用前临时加入的抑制剂。

何时停下来处理

当前化学体系预计不能回收目标组分时,应先更换或验证提取体系。

3. 完成破碎并控制黏度

怎么做

充分刮取/重悬,并在需要时采用验证过的剪切或超声。

当场检查

样本应能够稳定移液,并记录明显拉丝、升温或起泡。

何时停下来处理

仍有明显未裂解物或黏度高到无法重复移液时,应先处理裂解问题。

4. 澄清时保留可用于判断的组分

怎么做

采用方法专属的澄清条件并干净转移目标组分。

当场检查

首次优化时,目标回收不确定就比较上清和沉淀。

何时停下来处理

异常大的沉淀提示裂解不完全或目标损失时,应暂停并检查。

5. 在实际裂解基质中做蛋白定量

怎么做

根据实际缓冲液组成选择 BCA、Bradford、660 nm 或其他方法。

当场检查

用标准、空白和样本稀释识别基质干扰。

何时停下来处理

缓冲液成分超过蛋白定量方法兼容上限时,不应继续使用该方法。

6. 准备 SDS-PAGE 样本

怎么做

统一计划上样的蛋白量,同时让各泳道样本化学尽量一致,再加入合适上样液和还原剂。

当场检查

记录最终蛋白质量、泳道体积、加热和还原条件。

何时停下来处理

出现沉淀,或等蛋白量造成各泳道体积/化学组成差异过大时,应先调整样本。

建议记录的信息

细胞系和处理
收样方式与时间
准确裂解配方/产品
蛋白酶/磷酸酶抑制剂添加
超声/剪切方式
澄清条件和保留组分
蛋白定量兼容性与稀释
最终泳道组成

根据裂解液表现排查

先确认样本制备,再调整下游条件。

观察

裂解液拉丝、很难移液

解释

高分子 DNA 和剪切不足很可疑。

下一步

采用验证过的剪切/超声,并重新观察泳道形态。

先不要做

不要依靠目测随意改变不同泳道的上样体积。

观察

上清没有目标,但沉淀中有

解释

当前主要问题是目标回收。

下一步

换成目标兼容的提取或分级方案。

先不要做

此时增加一抗不会解决提取不足。

观察

总蛋白浓度异常低

解释

裂解液过多、裂解不足、定量干扰或起始细胞量低都可能。

下一步

逐项检查这些因素。

先不要做

原因不清楚时不宜直接浓缩样本。

观察

加热/还原后样本出现沉淀

解释

可能存在目标特异性聚集或缓冲不兼容。

下一步

有明确依据时比较替代制样条件,其余变量保持一致。

先不要做

更强的煮沸条件不一定能改善结果。

相关实验指南

本页主要依据

厂商流程中的具体体积和超声条件只适用于相应验证体系,不宜直接泛化。

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